裸鼠荷瘤方法及注意事项.docx
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裸鼠荷瘤方法及注意事项.docx
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裸鼠荷瘤方法及注意事项
关于肿瘤细胞株的选择,确实是一个很麻烦的问题,各类文献中提到过的细胞株有很多,但是一般而言,我觉得,对于我们做裸鼠肿瘤模型,细胞株的选择应该考虑一下几个方面:
1.国际公认度,虽然SFDA的指导原则上表示只要是建株细胞株均可以,但是一般来说,还是应该尽量考虑国际上比较公认的细胞株。
2.体内生长情况,很多细胞株,在文献中有很高的出镜率,但是实际上,基本都是从体外开始有名,所以很多人就硬生生的往体内套,结果就是吃力不讨好,比如楼主提到的A549,还有MCF-7,都是很有名气的细胞株,但是在体内却不是一个好的试验对象,成瘤率低,生长慢,均一度差。
现在国内的很多研发单位,特别是一些公司的领导们,缺乏这方面的认识,动不动就把这些著名的细胞株挂在嘴边,硬压着一线的研究人员去花功夫做这些细胞株,作的不好,就怀疑大家的水平如何如何的,奶奶的,对此非常生气!
3.药物的敏感性,这一点常常被大家忽视,大部分的裸鼠肿瘤模型都是为抗肿瘤药物的筛选以及研究服务的,但是常常大家只考虑了这个细胞株是不是好做,但是没有考虑到细胞株本身对于药物的敏感性,比如Lovo细胞,国际公认度也还可以,体内生长情况也很棒,但是对于药物的敏感性不佳,大部分的常规化疗药物到了它这里,抑瘤率都会下降,显而易见,对于抗肿瘤药物的筛选来说,它不是一个好的选择。
另外说一点,体内与体外的关系,现在做体内的人,常常被体外的人牵着鼻子走,体外做出来什么什么细胞株敏感,体内的人就得吭哧吭哧的去做这个,但是却死活做不好,其实,现在我和一些老前辈们的观点是,体内和体外应该协调好细胞株的选择问题,体外的人手上有大把的细胞株可以选择,如果,体内的人不去和他们协调,那么将永远被牵着鼻子走,受累还不讨好,应该大家坐下来,一起选择20~30种细胞株作为常规的筛选细胞株,这就足够了,细胞株选择的时候考虑好方向(胃癌、肝癌、肺癌什么的)、靶点(EGF、vEGF等等),不能漫无边际的抓着哪个体内就的做哪个,谁也没有这个本事啊。
以下给出一些细胞株供大家参考:
头颈部肿瘤
没有特别好的细胞株,Hep2(喉癌)、CNE(鼻咽癌)凑活,比较慢,但是可以接受。
肺癌
不要和我提什么A549,不好伺候,NCI-H460(大细胞肺癌)还不错,生长速度快,成瘤率好,但是技术不好的话,均一度会差一些,水平过关的话,开始试验的时候SD应该为平均值的1/3,对药物很敏感,特别是紫杉醇,非常敏感。
SPC-A-1(肺腺癌),马马虎虎过得去,速度不是很快,但是也还能接受。
胃癌
MNK-45,日本细胞株,公认度也可以,比较好。
BGC-823,很好的公认度,生长有些慢。
食道癌
Eca-109,我们找不到其他的东西,只能用它,一般般,有点不好伺候。
前列腺癌
PC-3、DU-145,都是不错的细胞株,用它们没错的。
结肠癌
HT-29吧,生长还可以,Lovo对药物的敏感性差了点。
肝癌
这个是比较头痛的一个领域,Bel-7402,SMMC7721只能说凑活,还有国内自己建株的QGY生长特性不错,但是公认度差了点。
白血病
我自己都没有做出来过,嘿嘿,K562和HL60都不好整。
表皮癌
A431,这家伙,棒极了,在我手上,每次试验只需要淘汰一两只,剩下的SD小于平均值的1/4,我很喜欢它,主要是EGFR高表达,做这方面的药物,少不了它!
乳腺癌
不要用MCF-7,MDA-MB-435、MDA-MB-468、Bcap-37都不错,其中Bcap-37也是EGFR高表达。
卵巢癌
SK-ov-3不错的。
宫颈癌
比较麻烦,Hela细胞株自身的生长特性就不佳,另外安全性方面也很不好,女生勿近,我们以前做过一个C33A,还可以,对药物很敏感,生长比较慢,成瘤率也偏差,用的人也不多,但是没有办法阿。
想起来的就这些,剩下的大家补充吧。
二、
1. 裸鼠的状态
裸鼠的年龄,比如5-7w比9w容易成瘤,因为这时免疫系统不够强;或者如果裸鼠由于试验系统染菌而长毛或感染,则成瘤率可能会受影响
2. 细胞接种量
动物肿瘤一般接种2~600万/只就100%成瘤,而人癌则需要1000万以上才能较高的成瘤
3. 细胞状态
肿瘤细胞的活力,生长状态,是否对数生长期,有无污染也对成瘤影响很大
三、接种量
要查文献来确定接种量,在找不到任何相关资料的情况下,最高就用到1*107/0.2ml/site,再高也没有意义了。
如果你的细胞很小,1*107/0.1ml也可以操作,不至于很粘稠,那么最好是1*107/0.1ml/site。
查文献看他们的构建条件是什么样的,比如培养条件,接种量,接种位置什么的,是不是一定要用雌性鼠等等。
有的瘤株也有可能很容易成瘤,而且生长速度很快。
建议用几只动物试试不同的接种浓度,万一能够长出来,而且还长得很快,那你就要根据情况选择一个合适的浓度了。
基本上一般认为比较合适的接种浓度有这么几个特征:
1. 接种后10到15天左右可以开始试验。
2. 开始试验时可以用于试验的动物数不少于60~70%,而且SD不大于平均值的1/3左右。
3. 开始试验三、四周后肿瘤重量大于1g,并且没有溃烂。
当然,这些条件都是锦上添花的东西,如果以1*107/site都勉勉强强长出肿瘤,那么就不必过多的去考虑它了。
接种部位
接种部位:
腋窝中部外侧皮下为好。
皮下肿瘤模型中,想要成瘤率高就接种在腋下。
接种时由裸鼠体侧腰部稍靠上的部位进针,要保证与接种点的距离小于针头的长度,向头部方穿行,绝对不能刺破皮肤或者刺破肌肉层,当针头到达接种位点时注射,退出针头,这样操作的目的并不完全是避免漏液,其实熟练后,不需要皮下穿行也不会漏液,主要是避免污染,进针点还有少量污染的可能性的,针头在皮下穿行一段后,接种点离进针点较远,最大限度减少污染的可能。
如果是用于正式实验,那么一只老鼠就只能接种一个位点,不可以接种多个位点用于保证可用的模型数。
因为在有些情况下,一个老鼠身上有多于一个肿瘤的情况下,会有相互影响的可能,无论这几个肿瘤相距有多远。
要是想多打几个部位做做预试验,倒也不是不可以,但是我觉得,基本上没有什么必要。
皮肤不用绷得太紧,平展就可以了,另外接种的时候进针点很靠下,针头在皮下走一段再注射,速度不要太快。
注射前针头稍微动一动,能动就说明在皮下,否则可能在皮内或者肌肉内。
一般来说都是有鼓包的但是要是你接种位置太深入腋窝,你是看不到鼓包的。
主要靠针头稍微动一动来判断。
是否应用免疫抑制剂
裸鼠皮下种瘤后,可以通过应用免疫抑制剂,比如环磷酰胺(2mg每只,打两天)来加速瘤体的生长,当然我知道裸鼠是T免疫缺陷动物,但是人家说的CTX可以进一步抑制裸鼠的体液免疫和NK细胞杀伤的保护作用,可以加快瘤子的生长,这样造模的周期很短,也可以进行人为的控制,不知道这个观点是不是有道理,实践中是不是真有人这么做呢?
楼上说的文献中也有报道,而且还有预先用放射照射抑制动物免疫功能再接种的方法,但是一般常规应用中大多数时候不推荐这么做。
另外还有一个问题应该被考虑到,大家现在都在琢磨着怎么让肿瘤出瘤的更快,造模周期更短,但是如果人为的把肿瘤生长加速,其实对实验并不好。
因为造模周期短,很可能生长速度也会被加快,肿瘤可能很快就溃烂了,这样就不得不被迫中止实验,而用药却没有用到足够的时间,药效还没有发挥出来就结束了,这样是很不利的。
所以一般情况下,应该尽量的复合这个瘤株本身的生长特性,不应该过多地去加以人为的干扰。
是否用手术标本荷瘤
如果是药效试验,不建议用手术标本,因为SFDA的临床前研究指导原则上明确指出要用建株的肿瘤株进行试验,因为用手术标本的试验可重复性太差,你这个标本万一没有保存好,断掉了,你自己都很难重复出上次的试验结果。
国外的文献上看到的却很少有人用手术标本构建模型进行试验。
取材的部位:
肿瘤生长活跃,状态良好,结缔组织比较少的地方。
运送途径:
无菌、冰浴保温,无菌培养液浸泡,时间不能超过1个小时。
最好一个小时内就能够接种到动物体内。
接种部位:
腋下。
另外,手术标本还有一个风险:
你不能保证取得的标本一定能够顺利地成瘤并且用于试验。
注意事项
A裸鼠的周龄,B肿瘤细胞:
何种肿瘤,接种细胞的数量(用对数生长期的,活力高的)记数要准确,C接种方式:
注意不要漏液,否则会损失细胞数量D饲养环境:
要求是SPF条件 具体操作
1.能不能成瘤,首先要考虑你的肿瘤细胞系能否成瘤,其次关键是你的肿瘤细胞数,一般肿瘤细胞存活力还是蛮高的,所以你重点要考虑细胞数的问题,但最高不要超过1*107。
2.接种时间,最好在1小时之内完成。
但在我实际操作过程中,裸鼠的数量又多,1小时之内根本做不完的,所以你可以预先将细胞放在冰盒里暂为保存。
效果还是不错的。
3.成瘤时间,每个肿瘤细胞不太一样,细胞数合适,一般一周左右应该能出来了;另外,如果你是打皮下,你要考虑是否有打到深层组织,比如肌肉,那即使成瘤了,也不大好摸出来。
腹腔注射
1、腹腔注射进针的位置在腹中线与小鼠两后肢上沿连交叉以下的位置。
2、腹腔注射很少会打到肠管,因为肠子在碰到硬物时会缩起来,当然前提是你的进针不是特别深,如果你的整个针头都扎入了腹腔,那么肠子是无处可躲了。
3、腹腔注射进针后,你可以将针头左右摆动一下,如果是正确的,这时会有一种很自由无障碍的感觉,进针角度撑握在小于45度,针头进入长度不超过3厘米左右。
用大、小白鼠做实验时,以左手抓住动物,使腹部向上,右手将注射针头于左(或右)下腹部刺入皮下,使针头向前推 0.5~1.0cm,再以45度角穿过腹肌,固定针头,缓缓注入药液(图2-5),为避免伤及内脏,可使动物处于头低位,使内脏移向上腹。
若实验动物为家兔,进针部位为下腹部的腹白线离开1cm处
肿瘤倍增时间
肿瘤动物实验模型肿瘤的倍增时间(doubling time),应该是在瘤体积100-800之间计算,但是一组动物有10只,每周测量2次瘤体积,如果我想计算从200倍增到400的时间的话,10只动物不会在我测量体积的时候正好到200或400,那么,在计算的时候,具体应该怎么做?
Geddes 等[29]将结节倍增时间的计算公式表示为:
DT =(ln 2△ t)/ln(V2/V1),V1、V2分别是前后两次测量的体积,△ t是两次测量的时间间隔
你的问题有歧义,我觉得可以有几下几种理解:
1.测量的时候,对于某个老鼠来说,第一次可能测出来的体积是189.26(不是正好200),第二次是415.31(不是正好400),对于其他的动物都有这样的问题,
2.对于十只老鼠来说,测量的时候,可能1号老鼠是189.26,2号是312.57,3号是110.89......,这也是一种理解,我的意见是:
测量一段比较长的时间,每只老鼠可以独立计算倍增时间,然后计算平均值,SD等,用统计学处理的手段。
个体差异
同一批种几十只老鼠,有的就长不出来,有的长得很大,使评价药效很困难。
排除接种悬液未摇匀的可能后,还有什么原因可能造成这一点?
可能是是个体差异了。
其中,老鼠年龄是一个很大的因素。
本人就遇到过2个月的老鼠接种肿瘤以后,有的长有的不长的情况。
如果控制好试验条件,动物也比较均一的话,一般肿瘤生长都会很好的控制在一定范围的
肿瘤模型新药申报
zym145286做的肿瘤模型实验是用于新药申报用,现在有一些问题还不能校准,我做的是人癌模型,实验动物为裸鼠. 1. 新药报批中,有明确的要求说肿瘤来源必须是体内传代3次以上吗?
2. 实验结束后,对于取出肿瘤块的质量有没有明确的规定呢?
还是跟其他种鼠一样,要求平均瘤重不小于1g或者不大于20%的瘤快质量不小于400mg,
3. 实验评价指标相对肿瘤增殖率T/C(%),指的是瘤体积比还是瘤质量比?
4. 实验申报材料是否需要附属实验动物裸鼠的照片?
若需要附属的话,照片没有没有什么要求怎么照的,是鼠活的时候的照片还是实验结束后处死鼠后在摆好位置照?
5. 申报材料中附图要求是肿瘤的生长曲线还是不同时间测量的T/C值对时间所做的曲线?
还是两个都要有呢?
6. 实验分组分5组,空白溶剂对照组,药物高中低三个剂量组,阳性药物有效浓度对照组. 这样可以吗?
要是不可以,还需要怎么分呢?
7. 实验材料中是否需要包含该实验动物血液相关指标的数值呢?
比如:
白细胞数量,骨髓的影响等等
8. 一次实验有效后,是不是也需要重复实验三次?
那三次的数据都需要包含在数据中吗?
?
swordzjsh具体问题回答如下:
1.没有问题,新老原则均明确要求体内三代以上,并且不能超过15~20代(人肿瘤)。
2. 新原则已经没有瘤重的指标,只考察瘤体积,也没有对试验结束后的肿瘤大小有明确要求,但是老的指导原则有这方面的要求。
3. 新的原则是指瘤体积,老的指瘤重,实际上在数据处理的时候一般瘤体积和瘤重的数据都会加入,分别计算相应的T/C。
4. 需要,常见的有两种:
一种是处死后摆放并拍摄整鼠照片,还有一种是剥取肿瘤后拍摄肿瘤的照片,还是那句话,最好都有,至少资料中放一个,另外一份备好,答辩的时候可以随时展示。
另外,以前不允许数码拍摄,要求光学照相机,以防电脑编辑,不知道现在还有没有类似的要求。
5.有的人要看肿瘤生长曲线,有的人要看T/C的曲线,不过一般放生长曲线的多一些,记住,生长曲线现在要求RTV,相对肿瘤体积。
以前报批的时候就可以放RTV曲线了,现在更是RTV的天下。
6.一般来说,正式试验基本上就是这么设计了,但是你最好有这些剂量、疗程、给药途径等的设计依据,比如权威文献、你们的预试验等材料备问。
当然,如果你的药物有些特别的地方,那么要根据他的具体特点设计试验。
7. 这个是锦上添花的指标,对于药效试验来说,没有明确要求,但是一定要有体重和死亡的数据。
8. 老原则要求重复两次,一共三次试验,新原则前几稿要求重复一次,一共三次试验,但是最新一稿我没有看到对于重复试验的要求,但是作为药理研究的基本常识,重复试验是一定需要的,作为正式试验的重复试验应该把数据和结果分析都列入报告中,重复试验之间是同等重要的。
zym145286:
针对您的回答,我仍有几点不解
1.实验结束后瘤的质量标准问题,您说新原则没有指标,那么老原则(就是现在还遵循的原则)具体是多少呢,能不能说明一下啊?
2. T/C标准按照体积计算的时候,按照的是哪个时间点的体积呢,还是说整个测量过程的体积都要算?
3.还有一个比较基本的问题,不要笑话我了,呵呵,那个RTV是怎样算出来的?
是用药组数据减去空白组数据吗?
还是其他算法?
4.正式实验中,每组的动物数量是多少?
6只,还是10-12只?
5.对给药时间有没有什么具体要求呢,就是说有没有上限,比如不可以超过一个月啊什么的?
swordzjsh
1. 老原则的标准就是你写出来的那个。
2. 整个测量过程的体积都要算,可以用T/C对时间点作图的那种。
实际上,不知道你有没有老的指导原则,上面有一个表,那个表里面汇总了一些试验的基本信息,那个表里面要填增殖率,一般是选效果最好的那一天的数据填上去。
3. RTV = Vt / V0。
其中V0为分笼给药时(即d0)测量所得肿瘤体积,Vt为每一次测量时的肿瘤体积。
RTV是针对每一只小鼠计算的。
4. 对于裸鼠来说,5到10 只,要根据你的药物的性质来定,如果SD较大,建议多设几只,容易做出统计差异。
如果SD较小,不少于6只,因为要求试验过程中动物死亡率不超过20%,6只动物死了一只还可以接受,要是5只动物死了一只就是20%了。
5. 没有具体的要求,一般在3到5周,常见为三周,并且保证肿瘤长到足够的大小。
如果有特别的原因可以变化试验周期,但是一般都是加长而不会缩短。
实
验分组与标记
baobaogao197759:
我的实验是观察药物对lewis肺癌的生长的影响。
1、实验分为五组(模型组、阳性对照组(CTX)药物大、中、小剂量组)。
我不清楚需不需要设置阴性对照组(就是不造模组,)2、C57小鼠怎样标记,有剪趾、穿耳孔的方法。
但是具体的操作没有说明,能否介绍一下。
swordzjsh
1.不需要设normal组,因为肿瘤的生长和评价非常明显,不会有干扰的可能。
2. 我一般是剪耳号,一只小鼠两只耳朵,每只耳朵可以剪上侧和下侧两个位点,你可以自己指定组合,比如我们是这样的:
左上为一号,左下为二号,右上为三号,右下为四号,左侧上下为五号,右侧上下为六号,左上右上为七号,左下右下为八号.
细胞悬浮液体
roger150 ,在做肿瘤模型用细胞接种时,细胞悬浮在什么液体里面.有没用matrigel同细胞混匀后再接种的?
Swordzjsh:
一般来说,可以悬浮在相应的无血清培养基、PBS、saline中,接种效果以上三种次第降低。
用matrigel是一种促进肿瘤形成生长的手段,如果本身肿瘤生长不是特别困难不建议用它,但是一些比如A549之类的细胞株,接种后五六十天还只有600~700mm3的肿瘤,就可以考虑使用matrigel。
使用matrigel的时候要注意低温操作,因为室温下mareigel就有可能固化。
一般是在冰浴中操作。
白血病肿瘤,皮下注射or静脉注射?
abaiabai
我的理解是,静脉注射反应的是疾病全身播散的作用,皮下注射便于观察瘤块大小,衡量用药效果,应该结合自己试验的目的选择注射方法
我最近刚刚实验比较了一下静脉注射和皮下接种白血病细胞株,从理论上说静脉接种似乎皮下接种更接近白血病的生物行为特点,但是根据我的实验和以前的文献,静脉接种小鼠的平均生存期很短,我的不超过10天,我还试验性的进行了化疗,结果几乎全死了,而皮下接种者结果稳定。
所以选皮下还是静脉,应该根据自己的试验目的来定,长期的实验好像不太适合用静脉注射的方法。
swordzjsh
皮下或者静脉注射都可以,看你的细胞株了,也有用腹腔注射的。
小鼠的捉拿
从笼盒内将小鼠尾部捉住并提起,放在笼盖(或表面粗糙的物体)上,轻轻向后拉鼠尾,在小鼠向前挣脱时,用左手拇指和食指抓住两耳和颈部皮肤,无名指、小指和手掌心夹住背部皮肤和尾部,并调整好动物在手中的姿势。
这类捉拿方法多用于灌胃以及肌肉、腹腔和皮下注射等。
如若进行心脏采血、解剖、外科手术等实验时,就必须要固定小鼠。
使小鼠呈仰卧位(必要时先进行麻醉),用橡皮筋将小鼠固定在小鼠实验板上。
如若不麻醉,则将小鼠放人保定架里,固定好保定架的封口。
小鼠性情较温顺,一般不会咬人,比较容易抓取固定。
通常用右手提起小鼠尾巴将其放在鼠笼盖或其它粗糙表面上,在小鼠向前挣扎爬行时,用左手拇指和食指捏住其双耳及颈部皮肤,将小鼠置于左手掌心、无名指和小指夹其背部皮肤和尾部,即可将小鼠完全固定。
在一些特殊的实验中,如进行尾静脉注射时,可使用特殊的固定装置进行固定,如尾静脉注射架或粗的玻璃试管。
如要进行手术或心脏采血应先行麻醉再操作,如进行解剖实验则必须先行无痛处死后再进行。
实验动物的编号
编号的方法很多,根据动物的种类数量和观察时间长短等因素来选择合适的标记方法。
(一)挂牌法:
将号码烙压在圆形或方形金属牌上(最好用铝或不锈钢的,它可长期使用不生锈),或将号码按实验分组编号烙在栓动物颈部的皮带上,将此颈圈固定在动物颈部。
该法适用于狗等大型动物。
(二)
(二)打号法:
用刺数钳(又称耳号钳)将号码打在动物耳朵上。
打号前用蘸有酒精的棉球擦净耳朵,用耳号钳刺上号码,然后在烙印部位用棉球蘸上溶在食醋里的黑墨水擦抹。
该法适用于耳朵比较大的兔、狗等动物。
(三)针刺法:
用七号或八号针头蘸取少量碳素墨水,在耳部、前后肢以及尾部等处刺入皮下,在受刺部位留有一黑色标记。
该法适用于大小鼠、豚鼠等。
在实验动物数量少的情况下,也可用于兔、狗等动物。
(四)化学药品涂染动物被毛法:
经常应用的涂染化学药品有 涂染红色:
0.5%中性红或品红溶液。
涂染黄色:
3-5%苦味酸溶液。
涂染黑色:
煤焦油的酒精溶液。
根据实验分组编号的需要,可用一种化学药品涂染实验动物动物背部被毛就可以。
如果实验动物数量较多,则可以选择两种染料。
该方法对于实验周期短的实验动物较合适,时间长了染料易退掉;对于哺乳期的子畜也不适合,因母畜容易咬死子畜或把染料舔掉。
(五)剪毛法:
该法适用于大、中型动物,如狗、兔等。
方法是用剪毛刀在动物一侧或背部剪出号码,此法编号清楚可靠,但只适于短期观察。
(六)打孔或剪缺口法:
可用打孔机在兔耳一定位置打一小孔来表示一定的号码。
如用剪子剪缺口,应在剪后用滑石粉捻一下,以免愈合后看不出来。
该法可以编至1~ 9999号,此种方法常在饲养大量动物时作为终身号采用。
实验动物的分组
(一)分组的原则:
进行动物实验时,经常需要将选择好的实验动物按
研究的需要分成若干组。
动物分组应按随机分配的原则,使每只动物都有同等机会被分配到各个实验组与对照组中去,以避免各组之间的差别,影响实验结果,特别是进行准确的统计检验,必须在随机分组的基础上进行。
每组动物数量应按实验周期长短、实验类型及统计学要求而定。
如果是慢性实验或需要定期处死动物进行检验的实验,就要求选较多的动物,以补足动物自然死亡和认为处死所丧失的数量,确保实验结束时有合乎统计学要求的动物数量存在。
(二)建立对照组:
分组时应建立对照组。
1.自身对照组:
是指实验数据而言。
实验动物本身在实验处理前、后两个阶段的各项相关数据就分别是对照组和实验组的实验结果,此法可排除生物间的个体差异。
2.平行对照组:
有正对照组和负对照组两种。
给实验组动物某种处理,
小鼠采血方法
1.割(剪)尾采血 当所需血量很少时采用本法。
固定动物并露出鼠尾。
将尾部毛剪去后消毒,然后浸在45℃左右的温水中数分钟,使尾部血管充盈。
再将尾擦干,用锐器(刀或剪刀)割去尾尖0.3-0.5cm,让血液自由滴入盛器或用血红蛋白吸管吸取,采血结束,伤口消毒并压迫止血。
也可在尾部作一横切口,割破尾动脉或静脉,收集血液的方法同上。
每鼠一般可采血10余次以上。
小鼠每次可取血0.1ml,大鼠0.3~0.5ml。
2.鼠尾刺血法 大鼠用血量不多时(仅做白细胞计数或血红蛋白检查),可采用本法。
先将鼠尾用温水擦拭,再用酒精消毒和擦拭,使鼠尾充血。
用7号或8号注射针头,刺入鼠尾静脉,拔出针头时即有血滴出,一次可采集10~50mm3。
如果长期反复取血,应先靠近鼠尾末端穿刺,以后再逐渐向近心端穿刺。
3.眼眶静脉丛采血 采血者的左手拇食两指从背部较紧地握住小鼠或大鼠的颈部(大鼠采血需带上纱手套),应防止动物窒息。
当取血时左手拇指及食指轻轻压迫动物的颈部两侧,使眶后静脉丛充血。
右手持续接7号针头的1ml注射器或长颈(3~4cm)硬质玻璃滴管(毛细管内径0.5-1.0mm),使采血器与鼠面成45℃的夹角,由眼内角刺入,针头斜面先向眼球,刺入后再转180度使斜面对着眼眶后界。
刺入浓度,小鼠约2~3mm,大鼠约4~5mm。
当感到有阻力时即停止推进,同时,将针退出约0.1-0.5mm,边退边抽。
若穿刺适当血液能自然流入毛细管中,当得到所需的血量后,即除去加于颈部的压力,同时,将采血器拔出,以防止术后穿刺孔出血。
若技术熟练,用本法短期内可重复采血均无多大困难。
左右两眼轮换更好。
体重20-25g的小鼠每次可采血 0.2-0.3ml;体重200-300g大鼠每次可采血0.5-1.0ml,可适用于某些生物化学项目的检验。
4.断头取血 采血者的左手拇指和食指以背部较紧地握住大(小)鼠的颈部皮肤,并作动物头朝下倾的姿势。
右手用剪刀猛剪鼠颈,约1/2-4/5的颈部前剪断,让血自由滴入盛器。
小鼠可采用约0.8~1.2ml;大鼠约5-10ml。
5.心脏采血 鼠类的心脏较小,且心率较快,心脏采血比较困难,故少用。
活体采血方法与豚鼠相同
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